九州大学 研究者情報
発表一覧
祢宜 淳太郎(ねぎ じゆんたろう) データ更新日:2023.11.27

准教授 /  理学研究院 生物科学部門 情報生物学


学会発表等
1. 宋 普錫、山柿 将、小畑 智暉、西村 さくら、大隈 玲央奈、射場 厚、祢冝 淳太郎, 気孔葉緑体特異的に形成不全を引き起こすシロイヌナズナ変異体achs4の原因遺伝子の同定, 第64回日本植物生理学会年会, 2023.03.
2. 袮冝 淳太郎、小畑 智暉、西村さくら、宋 普錫、山柿 将、深津 孝平、木下俊則、星野 奈摘、西田 生郎、射場 厚, 気孔開口におけるホスファチジルエタノールアミン合成酵素の機能解析, 第64回日本植物生理学会年会, 2023.03.
3. 宋 普錫、山柿 将、小畑 智暉、西村 さくら、大隈 玲央奈、射場 厚、祢冝 淳太郎, 新規気孔葉緑体形成不全シロイヌナズナ変異体achs4の表現形解析及び原因遺伝子の同定, 第34回植物脂質シンポジウム, 2022.09.
4. 袮冝 淳太郎、小畑 智暉、西村さくら、宋 普錫、山柿 将、深津 孝平、木下俊則、星野 奈摘、西田 生郎、射場 厚, 気孔開口における膜脂質合成酵素PECT1の機能解析, 第34回植物脂質シンポジウム, 2022.09.
5. 宋 普錫, 山柿 将, 西村 さくら, 成松 丈, 馬渕 敦士, 射場 厚, 祢冝 淳太郎, プロテオーム解析によるシロイヌナズナ気孔葉緑体特異的タンパク質の探索, 日本植物学会第86回大会, 2022.09.
6. 小畑 智暉、髙橋 宏和、中園 幹生、射場 厚、袮冝 淳太郎, 表皮細胞における葉緑体機能の解明に向けた敷石細胞特異的プロモーターの探索, 日本植物学会第86回大会, 2022.09.
7. 成松 丈, 宋 普錫, 西村 さくら, 山柿 将, 射場 厚, 祢冝 淳太郎, シロイヌナズナ気孔葉緑体と葉肉葉緑体とのプロテオミクス比較解析, 九州沖縄植物学会第71回大会, 2022.05.
8. 宋 普錫, 山柿 将, 西村 さくら, 成松 丈, 射場 厚, 祢冝 淳太郎, シロイヌナズナの気孔無傷葉緑体単離法の確立と気孔葉緑体特異的タンパク質の探索, 第63回日本植物生理学会年会, 2022.03.
9. 小畑 智暉、小林 康一、多田隈 遼亮、赤坂 泰輝、射場 厚、 袮冝 淳太郎, 根細胞において小胞体経路は主要な膜脂質合成経路であり葉緑体の発達誘導に欠かせない, 第33回植物脂質シンポジウム, 2021.09.
10. 森脇 宏介, 柳澤 修一, 射場 厚, 祢冝 淳太郎, 気孔機能化因子SCAP1の気孔特異的な発現に必要な2つの独立した新規シスエレメントの同定, 日本植物学会第85回大会, 2021.09.
11. 西村 さくら, 小畑 智暉, 多田隈 遼亮, 射場 厚, 袮冝 淳太郎, シロイヌナズナの気孔葉緑体および気孔開閉応答には葉緑体脂質DGDGが重要である, 日本植物学会第85回大会, 2021.09.
12. Kosuke Moriwaki, Shuichi Yanagisawa, Koh Iba, Juntaro Negi, Identification of two independent cis-acting elements required for the guard cell-specific expression of SCAP1, which is essential for late stomatal development, 31st International Conference on Arabidopsis Research, 2021.06.
13. Tomoki Obata, Ryosuke Tadakuma, Taiki Akasaka, Koichi Kobayashi, Koh Iba, Juntaro Negi, The ER pathway for membrane lipid synthesis has an important role in shoot removal-induced root chloroplast development in Arabidopsis, 31st International Conference on Arabidopsis Research, 2021.06.
14. 森脇宏介, 柳澤修一, 射場厚, 祢冝淳太郎, 気孔成熟化プロセスの鍵転写因子SCAP1の気孔特異的な発現に必要な2つの新規シスエレメント, 三学会合同福岡大会 2021, 2021.06.
15. 西村 さくら, 小畑 智暉, 多田隈 遼亮, 射場 厚, 袮冝 淳太郎 , 葉緑体脂質DGDGは気孔葉緑体形成及び気孔開閉応答に必須である, 三学会合同福岡大会 2021, 2021.06.
16. 小畑 智暉、小林 康一、多田隈 遼亮、赤坂 泰輝、射場 厚、袮冝 淳太郎, 地上部切除により誘導される根細胞での葉緑体の発達には小胞体からの脂質供給が欠かせない, 第62回 日本植物生理学会年会, 2021.03.
17. 森脇 宏介, 柳澤 修一, 射場 厚, 祢冝 淳太郎, 気孔の成熟化を担うDof転写因子SCAP1の気孔特異的な発現に必要な2つの新規シスエレメント, 第62回 日本植物生理学会年会, 2021.03.
18. 祢冝 淳太郎, 気孔細胞に存在する葉緑体の成り立ちとその機能, 日本植物学会 第84回大会, 2020.09.
19. Tomoki Obata, Ryosuke Tadakuma, Taiki Akasaka, Koichi Kobayashi, Koh Iba, Juntaro Negi, Dominant role of ER lipid pathway for shoot-removal induced root chloroplast development in Arabidopsis, The Plant Biology 2020 Worldwide Summit, 2020.07.
20. 祢冝 淳太郎, 気孔の環境応答及び形成メカニズムの研究, 第61回 日本植物生理学会 年会, 2020.10.
21. 祢冝 淳太郎, 植物の気孔細胞が持つ特徴的な脂質代謝バランス, 第62回 日本脂質生化学会, 2020.05.
22. 祢冝 淳太郎, 孔辺細胞に存在する謎多き葉緑体の成り立ち, 第61回 日本植物生理学会 年会, 2020.03.
23. 小畑 智暉、多田隈 遼亮、小林 康一、射場 厚、袮冝 淳太郎, 根細胞では小胞体を介した脂質合成経路が発達しており葉緑体形成に必須である
, 第32回 植物脂質シンポジウム, 2020.09.
24. 多田隈遼亮、射場厚、祢冝淳太郎, 葉緑体膜脂質DGDGは気孔葉緑体形成及び気孔開閉応答に必須である
, 第32回 植物脂質シンポジウム, 2020.09.
25. 小畑 智暉、多田隈 遼亮、小林 康一、射場 厚、袮冝 淳太郎, 地上部切除による根細胞での葉緑体形成誘導において小胞体経路で生成される脂質は必須である, 日本植物学会 第83回大会, 2019.09.
26. 小畑 智暉、多田隈 遼亮、小林 康一、射場 厚、袮冝 淳太郎, 地上部切除による根細胞での葉緑体形成誘導において小胞体からの脂質供給は必須である, 第69回 九州三学会合同大会, 2019.06.
27. 山柿 将, 宋 普錫, 射場 厚, 袮冝 淳太郎, 蛍光顕微鏡を用いて単離した気孔葉緑体形成不全シロイヌナズナ変異体の表現型解析, 第69回 九州三学会合同大会 , 2019.06.
28. Juntaro Negi, Boseok Song, Sho Yamagaki, Koh Iba, Guard cell chloroplasts develop a unique lipid metabolism essential for CO2 and light responses, Keystone Symposium (Climate Change-linked Stress Tolerance), 2019.05.
29. 小畑 智暉、多田隈 遼亮、小林 康一、射場 厚、袮冝 淳太郎, 葉緑体包膜脂質輸送体を欠損したシロイヌナズナ変異体gles1を用いた根細胞における葉緑体形成誘導の解析, 第60回 日本植物生理学会, 2019.03.
30. 宋 普錫, 山柿 将, 射場 厚, 袮冝 淳太郎 , 蛍光顕微鏡を用いて単離した気孔葉緑体形成不全シロイヌナズナ変異体の表現型解析, 第60回 日本植物生理学会, 2019.03.
31. 祢冝 淳太郎, 孔辺細胞葉緑体の特異な機能と脂質代謝バランス, 第21回 植物オルガネラワークショップ, 2019.03.
32. 祢冝 淳太郎, 宗正 晋太郎, 宋 普錫, 多田隈 遼亮, 楠見 健介, 西田 生郎, Julian Schroeder, 射場 厚 , 真核型の脂質代謝経路は気孔の葉緑体形成および気孔開閉応答に必須である
, 植物脂質シンポジウム, 2018.12.
33. 宋 普錫, 山柿 将, 射場 厚, 袮冝 淳太郎, 気孔葉緑体形成不全シロイヌナズナ変異体の単離, 日本植物学会第82回大会, 2018.09.
34. Ryosuke Tadakuma, Ikuo Nishida, Koh Iba, Juntaro Negi, Enhancement of the “Prokaryotic” Lipid Metabolic Pathway rescues the Achlorophyllous Stomata Phenotype of Arabidopsis gles1 Mutants, The 23rd International Symposium on Plant Lipids (ISPL2018), 2018.07.
35. Juntaro Negi, Shintaro Munemasa, Boseok Song, Ryosuke Tadakuma, Mayumi Fujita, Tamar Azoulay-Shemer, Cawas B. Engineer, Kensuke Kusumi, Ikuo Nishida, Julian I. Schroeder, Koh Iba, Stomatal Guard Cells Exhibit a Unique Lipid Metabolism Essential for Functional Chloroplasts to Sense CO2 and Light Signals, The 23rd International Symposium on Plant Lipids (ISPL2018), 2018.07.
36. Boseok Song, Sho Yamagaki, Koh Iba, Juntaro Negi, Isolation and characterization of the guard-cell-specific achlorophyllous mutants in Arabidopsis, The International Conference on Arabidopsis Research (ICAR) 2018, 2018.06.
37. Juntaro Negi, Shintaro Munemasa, Boseok Song, Ryosuke Tadakuma, Mayumi Fujita, Tamar Azoulay-Shemer, Cawas B. Engineer, Kensuke Kusumi, Ikuo Nishida, Julian I. Schroeder, Koh Iba, Eukaryotic lipid metabolic pathway is essential for functional chloroplasts and CO2 and light responses in stomatal guard cells, The International Conference on Arabidopsis Research (ICAR) 2018, 2018.06.
38. 多田隈 遼亮、宋 普錫、楠見 健介、西田 生郎、射場 厚、祢冝 淳太郎, 気孔の葉緑体形成には真核型の脂質代謝経路が必須である, 第68回 九州三学会合同大会, 2018.05.
39. 祢冝 淳太郎、宋 普錫、多田隈 遼亮、宗正 晋太郎、藤田 麻友美、楠見 健介、 Julian Schroeder、射場 厚, 真核型の脂質代謝経路は気孔の葉緑体形成およびCO2応答に必須である, 第59回 日本植物生理学会, 2018.03.
40. 祢冝 淳太郎、宋 普錫、多田隈 遼亮、宗正 晋太郎、藤田 麻友美、楠見 健介、 Julian Schroeder、射場 厚, 気孔の葉緑体形成には真核型経路による脂質合成が必須である, 第81回 日本植物学会, 2017.09.
41. 多田隈 遼亮、宋 普錫、楠見 健介、西田 生郎、射場 厚、祢冝 淳太郎 , 孔辺細胞 と葉肉細胞の脂質組成の違い, 第35回 日本植物細胞分子生物学会, 2017.08.
42. 祢冝 淳太郎, 炭素栄養シグナルとしての CO2 による気孔制御, 第 58 回日本植物生理学会, 2017.03, CO2 acts as an environmental signal that regulates stomatal movements. High CO2 concentrations reduce stomatal aperture, whereas low concentrations trigger stomatal opening. In contrast to our advanced understanding of light and drought stress responses in guard cells, the molecular mechanisms underlying stomatal CO2 sensing and signaling are largely unknown. Leaf temperature provides a convenient indicator of transpiration, and can be used to detect mutants with altered stomatal control. To identify genes that function in CO2 responses in guard cells, CO2 insensitive mutants were isolated through high-throughput leaf thermal imaging. Characterization of these mutants has begun to yield insights into the mechanisms of stomatal CO2 responses. I will discuss the current status of functional analysis of identified CO2 regulators and future prospects..
43. 祢冝 淳太郎, 小野 勇兵, 岡部 誠, 星野 奈摘, 西田 生郎, 射場 厚, 孔辺細胞におけるフォスファチジルエタノールアミン合成酵素PECT1の役割, 第34回日本植物細胞分子生物学会, 2016.09, 気孔のCO₂応答に異常をもつシロイヌナズナの変異体cdi4(carbon dioxide insensitive 4)は、葉面温度を指標にしたハイスループットスクリーニングにより単離された。ポジショナルクローニングの結果、CDP-エタノールアミン合成酵素をコードするPECT1に変異が見つかった。PECT1は、ホスファチジルエタノールアミン(PE)合成経路の律速酵素で、PEは植物の色素体膜を除く全ての膜の主要なリン脂質である。PECT1は、植物の胚発生に必須であると報告されているが、気孔の環境応答における役割に関しては不明である。cdi4は、CO₂のみならず、様々な環境刺激に対する気孔応答性が低下していた。またPECT1は気孔を含むすべての組織で発現しているため、cdi4の表現型は、気孔以外の組織におけるPECT1変異の影響が関与する可能性も考えられた。そこで、気孔特異的にPECT1を発現抑制した形質転換植物を作成した。CO₂応答を測定した結果、部分的に抑制されることが分かった。以上の結果より、孔辺細胞におけるPECT1の機能は、気孔開閉応答に重要であることが示唆された。また、cdi4はPE含量が減少しており、シロイヌナズナの気孔開閉応答には一定のPEレベルが必要だと考えられた。.
44. Juntaro Negi, Makoto Okabe, Yuhei Ono, Natsumi Hoshino, Ikuo Nishida, Koh Iba, A rate-limiting enzyme in phosphatidylethanolamine biosynthesis, PECT1, is involved in the stomatal regulation in Arabidopsis, The International Conference on Arabidopsis Research (ICAR) 2016, 2016.07, An Arabidopsis mutant with impaired stomatal response to CO2, cdi4 (carbon dioxide insensitive 4), was isolated by a high-throughput leaf thermal imaging screening. Positional cloning revealed that the cdi4 mutation is localized within a coding region of PECT1 which encodes CTP:phosphorylet hanolamine cytidylyltransferase, the rate-limiting enzyme in phosphatidyle thanolamine (PE) biosynthesis pathway. PE is the major phospolipid species in all plant membranes except plastid membranes, and PECT1 is essential for plant embryogenesis. The role of PECT1 in stomatal response to environmental cues remains undefined. The cdi4 mutant had a defect in stomatal movement, including high CO2-induced stomatal closing and low CO2- and light-induced stomatal opening. The PECT1-overexpression line had an increase in transpiration rate at low CO2 and light. GUS-reporter analysis showed that the PECT1 is expressed in all plant tissues, including the guard cells. When the PECT1 was repressed by antisense RNA in a guard cell–specific manner, the stomatal CO2 response was partially repressed. These results suggest that the role of PECT1 in guard cells is important for CO2-induced stomatal movement. The cdi4 mutant had a decrease in PE levels, indicating that PE levels may affect CO2-induced stomatal movement in Arabidopsis..
45. 祢冝 淳太郎, 岡部 誠, 小野 勇兵, 星野 奈摘, 西田 生郎, 射場 厚, フォスファチジルエタノールアミン合成酵素PECT1は気孔開閉応答に関与する, 第57回日本植物生理学会年会, 2016.03, An Arabidopsis mutant with impaired stomatal response to CO2, cdi4 (carbon dioxide insensitive 4), was isolated by high-throughput leaf thermal image screening. Positional cloning revealed that the mutation is localized within a coding region of PECT1, which encodes CTP:phosphorylethanolamine cytidylyltransferase, a rate-limiting enzyme in phosphatidylethanolamine (PE) biosynthesis. While PECT1 is essential for plant embryogenesis, its role in stomatal function remains unknown. To elucidate the physiological function of PE in the stomatal movement, the stomatal responses to environmental stimuli were examined using the cdi4 mutant and a PECT1-overexpressing transgenic line. The cdi4 mutant had a defect in stomatal movement, including CO2- and ABA-induced stomatal closing and light-induced stomatal opening. The PECT1-overexpression line had a higher transpiration rate than the wild type, responding to low CO2 and light. These results suggest that the PECT1 is essential for functional stomata. We will discuss the effect of pect1 mutation on the lipid composition and PECT activity. .
46. 祢冝 淳太郎, 楠見 健介, 宗正晋太郎, 藤田麻友美, Julian Schroeder, 射場 厚, 順遺伝子学的手法を用いた孔辺細胞特異的葉緑体機能の解析, 第55回日本植物生理学会年会, 2014.03, 表皮組織細胞から分化して作られる孔辺細胞には葉緑体が存在し、そのことは葉緑体を保持しない表皮細胞とは異なる最大の特徴である。気孔における葉緑体の機能については諸説があるが、明確な説明はこれまでになされていない。本研究において、そのような孔辺細胞に特異的な葉緑体の自家蛍光がほとんど観察されない変異体gles1 (green less stomata 1) をシロイヌナズナから単離した。gles1変異によって、孔辺細胞に含まれる大半のプラスチドは、葉緑体膜系を特徴づけるチラコイド膜の形成が阻害されていることが明らかとなった。一方、葉肉細胞の葉緑体の構造は、この変異の影響を受けなかった。gles1の気孔における環境応答を調べた結果、CO2に対する応答性が著しく低下していた。また、光による開口応答も阻害されていることがわかった。さらに、孔辺細胞プロトプラストに対する電気生理的解析から、gles1変異により、CO2によるS型陰イオンチャネルの活性制御が損なわれることがわかった。一方、ABAによる気孔閉鎖応答およびS型陰イオンチャネル活性制御は正常であった。これらの結果は、気孔細胞に存在する葉緑体がCO2および光による開閉メカニズムにおいて、重要な役割を果たしていることを示している。.
47. 祢冝 淳太郎, 森脇 宏介, 小西 美稲子, 横山 隆亮, 中野 利彬, 楠見 健介, 杉本 美海, 西谷 和彦, 柳澤 修一, 射場 厚, 気孔にガス交換機能を付与する鍵転写因子SCAP1, 第31回日本植物細胞分子生物学会, 2013.09, 気孔は葉や茎の表面に存在し、CO2や水蒸気などのガス交換を行うバルブとして働き、植物の生存に必要不可欠である。気孔の開閉は気孔を囲む一対の孔辺細胞の大きさが可逆的に変化することで実現する。孔辺細胞の細胞壁の圧さは均一ではなく、気孔の穴に面した内側が厚くなっているために、孔辺細胞が膨張すると気孔の穴とは反対側が主に伸びて弓形に変形することで気孔が開く。また環境に応答して膨圧調整をし、気孔の開閉を制御する。これまで原表皮細胞からメリステモイド、孔辺母細胞へと分化する機構に関しては、動物の筋肉組織や神経組織の分化と類似したシステムを使っていることが分かっていたが、孔辺母細胞が等分裂した後、若い気孔がどのように非対称な細胞壁構造を構築し、開閉能力を獲得するのか、その分子メカニズムに関しては、ほとんど理解が進んでいなかった。また、孔辺細胞特異的な発現を示す遺伝子のプロモーター領域には、植物独自の転写因子であるDof転写因子の認識配列(T/A-AAAG)が多く含まれていることから、孔辺細胞での遺伝子発現スイッチとしてDof転写因子の関与が示唆されていた。しかしその分子的な実体や気孔における機能については長年不明であった。今回、シロイヌナズナCO2非感受性変異体の解析から、気孔が開閉機能を確立するプロセスで機能するDof型転写因子SCAP1 (STOMATAL CARPENTER 1)を同定した。SCAP1は若い気孔が形成された後のステージで、孔辺細胞核で発現する。scap1変異は孔辺細胞の奇形を誘発するとともに、気孔の開閉機能を消失させる。孔辺細胞における遺伝子発現を網羅的に解析した結果、scap1は主要な気孔開閉因子の発現低下を引き起こし、細胞壁関連因子の発現も著しく変動させることがわかった。実際、変異体の孔辺細胞の内側の細胞壁において細胞壁強化に関わるペクチンの脱メチル化が滞っていた。また、SCAP1は気孔開閉因子である外向きカリウムイオンチャネルGORKや気孔転写因子MYB60の発現を直接的に促進させる転写因子であることが確かめられた。さらに、scap1の孔辺細胞プロトプラストにおいては、イオンバランスの制御ができないことが分かった。以上の結果は、気孔形成の仕上げは植物独自の転写因子によって行われ、この転写因子は気孔の‘口’の形成と開閉機能の付与を統括していることを示している。.
48. Juntaro Negi, Kosuke Moriwaki, Mineko Konishi, Ryusuke Yokoyama, Toshiaki Nakano, kensuke kusumi, Mimi Hashimoto-Sugimoto, Julian I. Schroeder, Kazuhiko Nishitani, Shuichi Yanagisawa, Koh Iba, SCAP1, a master regulator of the development of functional stomata in Arabidopsis, International Workshop on Plant Membrane Biology (IWPMB2013), 2013.03.
49. 祢冝 淳太郎, 森脇 宏介, 小西 美稲子, 横山 隆亮, 中野 利彬, 楠見 健介, 杉本 美海, 西谷 和彦, 柳澤 修一, 射場 厚, Dof型転写因子SCAP1は機能的な気孔形成に必須である, 第54回日本植物生理学会年会, 2013.03.

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